干旱胁迫下两种AMF接种对羊草生理的作用论文

时间：2021-03-26 20:33:38 论文我要投稿

　　旱灾因影响面广、造成经济损失大等原因被公认为世界上最严重的自然灾害类型之一[1].我国为旱灾频发型国家，特别是2006 - 2010年以来，已有10余个省份发生了较为严重的旱灾，极大地破坏了当地的生态环境。因此，干旱条件下植物的生长状况成为未来生态环境变化趋势的决定因素[2].丛枝菌根真菌（Arbuscular Mycorrhiza Fungi,AMF）是一类重要的共生微生物，通过与宿主植物根系形成互惠共生体而增强植物根系对水分和矿质元素的吸收，进而提高宿主植物的抗逆性[3,4].前人在香椿[5]、大豆[6]、柑橘[7]等植物上的研究结果表明，与未接种丛枝菌根真菌的植株相比，菌根苗在苗高、生物量、植株根系活力、矿质营养物质吸收和积累、植株光和特性、渗透调节物质含量等方面具有显着的优势。因此认为丛枝菌根真菌接种可以增强植物对干旱胁迫的抗性。

干旱胁迫下两种AMF接种对羊草生理的作用论文

　　羊草（Leymus chinensis）是禾本科多年生草本植物，为典型草原群落的主要建群种之一，具有产量高、营养价值高、耐牧性能好、粗纤维含量低等特点，是控制水土流失以及家畜重要饲料品种。由于近20年来草地过度利用导致草原退化严重，羊草作为重要的恢复植被被广泛研究利用[8,9].水分因子成为限制羊草生长发育的主要因素之一[10].前人研究干旱条件下羊草生理特性的较多[11 - 14],对羊草接种AMF的研究主要在生物量、耐牧性等方面，而鲜有生理特性方面的研究[15,16].文中拟通过对干旱胁迫条件下两种AMF接种对羊草侵染率、生物量、生长速度、脯氨酸、丙二醛、还原糖等生理指标的分析，以期为AMF在羊草抗旱性评价、推广栽培方面提供理论依据和技术支撑。

　　1材料与方法

　　1. 1试验材料

　　供试羊草为吉生1号，来源于吉生羊草种子站。菌剂选择摩西球囊霉（Glomous mosseae） ,记作G; 地表多抱囊霉（Dive. versiforme） ,记作D; 混合接种摩西球囊霉和地表多抱囊霉，记作E; 同时设不接菌空白对照，记作C.菌种均购自北京农林科学院植物营养与资源研究所“丛枝菌根种质资源库”（BBG）。培养植物用基质为河沙，其最大持水量为25:,使用之前高温高压（121℃，141k Pa）灭菌20min,以确保基质中不含任何土着AMF.

　　1. 2试验方法

　　播种前对宿主材料种子进行表面消毒、洗净。培养容器为内径16cm、深14cm的聚乙烯塑料花盆，在装基质前内衬塑料袋。播种之前用0. 5:的高锰酸钾溶液浸泡1h,用自来水冲洗干净。试验设有4个处理，分别为C、G、D、E,播种于含有5g菌剂的花盆中后浇透，不接菌空白对照加入等量的烘干的基质。45d后进行试验，除正常水分外设4个干旱梯度，分别为干旱2d、4d、6d、8d.进行测定前，显微镜下观察各个处理，确定其已经或并未被侵染，并对菌根侵染率进行统计[17].羊草生物量，采用称重法；生长速度在干旱开始后每10d测量一次植株高度，每盆10株；脯氨酸含量用酸性茚三酮法测定[18]; 丙二醛含量用硫代巴比妥酸法测定[19]; 还原糖含量采用蒽酮法测定[20],试验重复3次。

　　1. 3数据分析

　　用Excel 2003进行数据统计及初步分析，SAS 9. 0进行方差分析，隶属函数法对不同处理羊草的抗旱性进行排序。

　　2结果与分析

　　2. 1 AMF对羊草根系的菌根侵染结果

　　AMF对羊草根系形成了有效侵染，并且菌根侵染情况有所差异，其中G菌根侵染率为17:;D菌根侵染率达到56:;E菌根侵染率为50:;C未接菌对照没有菌根侵染。

　　2. 2干旱胁迫下羊草菌根苗生物量的变化

　　生物量是植物在特定条件下的生长情况的综合表现。无论正常、干旱条件下，未接种处理生物量始终为4个处理中的最低水平（图1）。正常水分下D处理羊草地下部生物量显着高于C与E处理，而接种AMF的地上部生物量显着高于未接种羊草（P < 0. 05）。干旱8d后，所有处理地上部、地下部生物量均增加，未接种处理的地上部、地下部生物量处于最低水平，且显着低于接种E型菌生物量（P< 0. 05）。

　　2. 3干旱胁迫下羊草菌根苗生长速度的变化

　　随着干旱胁迫时间的延长，羊草生长速度下降（图2） ,干旱0 - 10d,接种AMF的处理均显着高于未接种处理羊草的生长速度（P< 0. 05） ,其中最高的是G处理，值为3.12mm / d.干旱10 - 30d,羊草生长速度由低到高均为D > E > G > C,且D处理显着高于C处理（P < 0. 05）。干旱后期，C处理基本停止生长。

　　2. 4干旱胁迫下羊草叶片脯氨酸含量变化

　　羊草叶片脯氨酸含量由正常水分条件下的不足50μmol/g增加到干旱8d的600μmol/g以上，增加了10倍（图3）。正常水分条件下，未接种AMF羊草叶片脯氨酸含量低于接种的处理，且E处理显着高于其他3个处理的脯氨酸含量（P < 0. 05）。干旱2d,羊草叶片脯氨酸含量明显升高，D、G处理显着高于未接种处理的脯氨酸含量（P < 0. 05）。干旱4d,G处理脯氨酸含量显着高于E、C处理（P < 0. 05）。干旱6d,C处理脯氨酸含量低于另外3个处理，无显着差异。干旱8d,接种AMF的3个处理脯氨酸含量均高于C处理，且D、E显着高于C处理（P < 0. 05）。

　　2. 5干旱胁迫下羊草叶片丙二醛含量的变化

　　随着干旱时间延长，羊草叶片丙二醛含量持续增加（图4） ,从开始不足40mmol/g增加到120mmol / g以上。正常水分条件下C处理羊草丙二醛含量显着高于另外3个处理材料（P < 0. 05）。在干旱2、4和8d时，C处理丙二醛含量始终高于另外3个处理，但仅有D处理与其出现显着差异（P < 0. 05） ,含量分别为38mmol/g、50mmol / g、81mmol / g.干旱6d时，C处理显着高于其他3个处理（P < 0. 05） ,其含量为121mmol/g.

　　2. 6干旱条件下羊草叶片可溶性糖含量的变化

　　干旱胁迫下，羊草可溶性糖含量整体呈现出升高后降低的趋势（图5）。正常水分条件下，4个处理对羊草叶片可溶性糖含量差异显着（P < 0. 05）。干旱2d,C、E处理的可溶性糖含量显着低于G、D处理，其中最低的`是C处理，值为7. 4:,最高为G处理，值为10. 5: .干旱4d,3个接种AMF的处理可溶性糖含量均在15:左右，显着高于未接种处理，值为11:（P < 0.05）。干旱6d,C处理羊草叶片可溶性糖含量升高不明显，且显着低于另外3个处理（P < 0. 05） ,在接种AMF的3个处理中，D显着高于E处理的可溶性糖含量（P < 0. 05） ,最高值较最低值高出13: .干旱8d,4个处理比干旱6d的可溶性糖含量降低了59:,G、D处理显着高于C处理（P < 0. 05）。

　　2. 7菌剂接种效果综合评估

　　不同AMF接种对羊草抗旱性的影响有差异，通过隶属函数法对4个处理的3个指标（相同干旱梯度）进行分析并排序，结果表明（表1） ,抗旱性强弱顺序为：D > E > G > C.

　　3讨论

　　生物量是体现植物抗旱性的最直观表现形式，成为评价植物抗旱性的可靠标准。贺学礼、刘婷等研究AMF对民勤绢蒿以及杨树幼苗的生长状况时发现AMF接种菌提高了其生物量[21,22].本试验中，接种AMF羊草的生物量显着高于未接种处理，说明相同干旱条件下接种AMF能够促进植物的生长。菌剂间也表现出了一定的差异，可能是由于不同类型的菌种与宿主植物的亲和性不同，这与李重祥在紫花苜蓿上的研究一致[23].生长速度是植物在一定时间内幼苗生长状况的表达，在干旱胁迫下保证较高的生长速度可维持植物的正常生长。本试验中接种AMF的羊草生长速度高于未接种苜蓿，说明接种AMF后有利于羊草的生长，且与侵染率呈正相关。

　　植物受到干旱胁迫时，会加速一些渗透调节物质的积累来保证宿主植物在干旱胁迫下仍能正常的生长。脯氨酸是植物在逆境胁迫下积累的最有效的无毒渗透调节物质，其作用主要是保持原生质与环境的渗透平衡，增加蛋白可溶性，保证膜结构的完整。可用植物组织中脯氨酸含量来推断植物的抗逆性强弱[24 - 27],逆境条件下其积累量高表明该植物调节能力强，抗逆性强。试验中，干旱胁迫促进了羊草脯氨酸的合成，与其他处理相比D、E处理下的脯氨酸处于较高水平，表明这两个处理具有较强的抗旱性。同时在干旱情况下，植物积累大量的可溶性还原糖，降低细胞水势，增大细胞内外渗透势差，使得外界水分有利于向细胞内扩增，进而维持植株的生长[28].对不同根型苜蓿苗期干旱胁迫下的生理分析试验表明[29],可溶性糖含量随干旱时间的延长而增多，这与本试验结论基本一致。而本试验中干旱2 ~ 6d时可溶性糖含量呈现升高趋势，干旱8d时，可溶性糖含量下降，原因可能为干旱时间过长，羊草幼苗出现膜系统的破坏，甚至已经死亡。其中未接种AMF的羊草可溶性糖含量下降最快，显着低于G、D处理，表明接种AMF可提高羊草可溶性糖的积累，而E处理与C处理并未出现显着差异，可能由于不同菌株对于干旱胁迫的适应性不同[30].

　　植物受到干旱胁迫因失水而影响到正常的生理代谢过程，而MDA是膜质氧化降解的主要产物，有较强的细胞毒性，破坏生物膜的结构和功能，因此，其含量可作为植物膜损伤的指标，来鉴别植物抗逆性的强弱[31,32].本试验中丙二醛含量随着干旱胁迫增强而呈现出升高的趋势，这与范英杰[33]、张永峰等[34]人研究一致，并且接种AMF的羊草丙二醛含量低于未接种羊草，表明接种AMF后能够减少干旱胁迫带来的膜系统的损伤，这与秦子娴等人在干旱胁迫下丛枝菌根对玉米生理生化特性的影响中的研究结果一致[35].

　　4结论

　　在干旱胁迫下，羊草生物量变化表明接种AMF的3个处理差异并不显着，但总体生物量较高的是混合接种处理；生长速度差异不显着，总体生长速度情况表明D处理在干旱胁迫下受到影响较小。

　　在干旱胁迫下，接种AMF后，脯氨酸、可溶性还原糖含量显着升高，且丙二醛含量低于未接种处理，说明接种AMF对羊草的抗旱能力有一定的促进作用。在相同干旱梯度下，菌剂接种效果综合评估结果表明，本研究中利用AMF接种增强羊草的抗旱性，应优先选择D处理，即地表多抱囊霉（D. versiforme）接种，其次为摩西球囊霉（G. mosseae）和地表多抱囊霉混合接种。

　　参考文献

　　[1]郑远长。全球自然灾害概述[J].中国减灾，2000,10（1） :14 - 19.

　　[2]张俊，陈桂亚，杨文发。国内外干旱研究进展综述[J].人民长江，2011,42（10） :65 - 69.

　　[3]王树和，王昶，王晓娟，等。根瘤菌、丛枝菌根（AM）真菌与宿主植物共生的分子机理[J].应用与环境生物学报，2008,14（5） :721 - 725.

　　[4]张勇，曾明，熊丙全，等。丛枝菌根（AM）生物技术在现代农业体系中的生态意义[J].应用生态学报，2003,14（4） :613 - 617.

　　[5]甘春雁，姚瑞玲，项东云，等。丛枝菌根化香椿幼苗对干旱胁迫的生长响应[J].广西林业科学，2013,42（1） :20 - 24.

　　[6]Betiana C. Grümberg,Carlos Urcelay,María A. Shroeder,etal. The role of inoculum identity in drought stress mitigation by arbuscular mycorrhizalfungi in soybean[J]. Biology & Fertility of Soils,2015,51（1） :1 - 10.

　　[7]Graham J H,Syvertsen J P,Jr M L S. Water relations of mycorrhizal and phosphorus - fertilized non - mycorrhizal citrus under drought stress[J].New Phytol,1987,105（3） :411 - 419.

　　[8]王鑫厅，王炜，梁存柱。典型草原退化群落不同恢复演替阶段羊草种群空间格局的比较[J].植物生态学报，2009,33（1） :63 - 70.

　　[9]李晓宇，蔺吉祥，李秀军，穆春生。羊草苗期对盐碱胁迫的生长适应及Na+、K+代谢响应[J].草业学报，2013,22（1） :201 - 209.

　　[10]刘惠芬，高玉葆，张强，李欣，李长林。不同种群羊草幼苗对土壤干旱胁迫的生理生态响应[J].南开大学学报（自然科学版） ,2004,37（4） :105 - 110.

　　[11]张昌胜，刘国彬，薛萐，等干旱胁迫和CO2浓度升高条件下白羊草的光合特征[J].应用生态学报，2012,23（11） :3009 - 3015.

　　[12]周婵，杨允菲，李建东。松嫩平原两种趋异类型羊草对干旱胁迫的生理响应[J].应用生态学报，2002,13（9） :1109 - 1112.

　　[13]刘娟，董宽虎。干旱胁迫及复水处理对白羊草抗旱生理特性的影响[J].草原与草坪，2011,31（2） :74 - 78.

　　[14]吴银明。盐分和干旱胁迫下羊草幼苗生理生化特性的研究[D].甘肃农业大学，2007.

　　[15]石伟琦，丁效东，张士荣。丛枝菌根真菌对羊草生物量和氮磷吸收及土壤碳的影响[J].西北植物学报，2011,31（2） :357 - 362.

　　[16]张立朝。丛枝菌根真菌对羊草耐牧性影响的初步研究[D].东北师范大学，2011.

　　[17]盛萍萍，刘润进，李敏。丛枝菌根观察与侵染率测定方法的比较[J].菌物学报，2011,30（4） :519 - 525.[18]叶佳舒。丛枝菌根影响植物抗旱性机理研究[D].南京农业大学，2012.

　　[19]徐淑君。丛枝菌根真菌对猕猴桃高温干旱抗性研究[D].西南大学，2008.

　　[20]王珊，王竹承。干旱胁迫对桔梗幼苗生长及生理特性的影响[J].西北农业学报，2014,23（7） :160 - 165.